苦参对大鼠细胞色素P4501A2 体内代谢
活性的影响#
刘洁1，赵仁永2，李芹1，汪云1，焦建杰1，娄建石1**
基金项目：高等学校博士学科点专项科研基金（新教师基金）(20091202120012）
作者简介：刘洁，（1986-），女，硕士研究生，主要研究方向：临床药理学与药物代谢动力学
通信联系人：李芹，（1971-），女，副教授，主要研究方向：临床药理学与药物代谢动力学. E-mail:
carolin1006@gmail.com
5 （1. 天津医科大学基础医学院药理教研室，天津 300070；
2. 山东医药工业研究所，济南 250100）
摘要：目的 以咖啡因作为探针药物，研究苦参对大鼠细胞色素P450 1A2（CYP1A2）体内
代谢活性的影响，为临床合理用药提供参考。方法 将Wistar 大鼠随机分为4 组，空白对
照组、苦参组（实验组）、苯巴比妥组（诱导剂阳性对照组）和西咪替丁组（抑制剂阳性对
照组）。苦参组灌胃给予苦参溶液100 mg• kg-110 ；空白对照组灌胃给予与苦参组体积相同的
生理盐水；苯巴比妥组腹腔注射苯巴比妥注射液50 mg• kg-1；西咪替丁组大鼠每日腹腔注
射西咪替丁注射液50 mg• kg-1，各组均为每日1 次，连续5d。第6d，各组大鼠均经尾静脉
注射咖啡因溶液2.5 mg• kg-1，于给药前及给药后不同时间点眼内眦静脉取血0.8ml，使用
高效液相色谱(HPLC)法测定血浆中咖啡因的浓度。结果 给予大鼠苦参5d 后，苦参组咖啡
15 因的AUC、MRT、Cmax 明显低于空白对照组和西咪替丁组（P<0.01），明显高于苯巴比妥组
（P<0.05）；而CL 明显高于空白对照组和西咪替丁组（P<0.01），明显低于苯巴比妥组
（P<0.05）。结论 苦参可明显诱导大鼠CYP1A2 的体内代谢活性，但诱导强度低于苯巴比
妥。
关键词：CYP1A2；苦参；咖啡因；大鼠；体内
  0 引言
细胞色素P450 （cytochrome P450，CYP450）是一类重要的混合功能氧化酶系统，参
与许多内源性和外源性物质的生物转化过程。CYP450 酶系是一个超家族，其中最重要的是
1~3 家族。细胞色素P450 1A2 主要存在于肝脏中，约占肝脏CYP 酶总量的13%，居肝脏各
CYP 酶含量的第3 50 位[1]。CYP1A2 参与非那西丁、咖啡因、茶碱、三环类抗抑郁药、华法林、
普萘洛尔和美西律等药物的代谢，而且也介导某些内源性激素的羟化反应[2]。此外，CYP1A2
在一些前致癌物和前毒物的代谢活化中起到非常重要的作用[3]。CYP1A2 活性的个体差异大，
可受种族、基因、疾病等多种因素的影响，从而影响经其代谢的药物的疗效；同时药物对
CYP1A2 可以产生诱导或抑制作用，从而影响其他经此酶代谢的药物而发生药物相互作用和
55 不良反应[4]。因此，研究药物对CYP1A2 活性的影响具有重要意义。中药的成分比较复杂，
中西药联合应用时，容易出现药物相互作用，因此研究中药对CYP1A2 活性的影响，不但
可以了解中药的体内代谢过程，而且可以为临床中西药物的合理搭配使用提供依据[5]。
中药苦参性寒味苦，具有清热解毒、祛风燥湿、杀虫利尿等功效。植化研究显示其富含
生物碱类和黄酮类化合物，具有抗肿瘤、抗心律失常、抗肝损伤、抗肝纤维化、抗病原微生
60 物、中枢抑制等多种药理作用。临床上可用于抗慢性乙肝病毒携带者、治疗心律失常、焦虑
症、放射性食道炎、白细胞减少症等[6]。临床应用极其广泛，因此研究其对CYP450 各种亚
型酶活性的影响，对于优化临床给药方案，提高临床用药的安全性和有效性具有重要的意义。
本研究以咖啡因作为CYP1A2 的探针药物，通过研究给予苦参前后，咖啡因药代动力学的
差异，探讨苦参对大鼠CYP1A2 体内代谢活性的影响。
65 1 材料与方法
1.1 药品与试剂
苦参颗粒（1g/袋，批号0910105，江阴天江药业有限公司生产），咖啡因原料药（批号
20080611，山东新华制药股份有限公司生产），地西泮原料药(批号20071124，山西大同制
药厂生产)，苯巴比妥注射液（0.1g /1ml，批号1002011，天津市金耀氨基酸有限公司生产），
70 西咪替丁注射液（0.2g /2ml，批号100353，上海第一生化药业有限公司生产），氯化钠注
射液（0.9%，批号 S090805 E2， 吉林科伦康乃尔制药有限公司生产）。磷酸氢二铵、磷酸
及氯仿均为分析纯。甲醇为色谱纯。水为双蒸水。
1.2 实验仪器
Agilent 1100 HPLC 工作系统（Agilent 公司，美国），CAY-1 型液体快速混合器（北
75 京长安仪器厂，中国），B600 型低速自动平衡离心机（白洋离心机厂，中国），K-550-GE
漩涡混合器（Scientific Industries Inc，美国），PB153-S 精密分析天平（METTLER TOLEDO,
瑞士）
1.3 色谱条件
色谱柱：Agilent zorbax SB-C18 (250mm×4.6mm, 5μm)（Agilent 公司，美国）；流动相：
80 0.05 mol.L-1 磷酸氢二铵缓冲溶液（用磷酸调pH 至3.4）-甲醇（20:80, v:v）；流量：1.0 mL·min
－1；紫外检测波长：230nm; 柱温：30℃; 进样量：20μl。
 1.4 实验动物
Wistar 大鼠，雌雄各半，体重200±20g, 由中国人民解放军军事医学科学院放射研究所
实验动物中心提供，动物生产合格证号：ASCSK（津）2005-0001。
85 1.5 给药方法及样本采集
1.5.1 实验分组及给药
将Wistar 大鼠随机分为四组：空白对照组、苦参组（实验组）、苯巴比妥组（诱导剂
阳性对照组）和西咪替丁组（抑制剂阳性对照组）。苦参组灌胃给予苦参溶液100 mg.kg-1；
空白对照组灌胃给予与苦参组体积相同的生理盐水；苯巴比妥组腹腔注射苯巴比妥注射液
90 50 mg.kg-1；西咪替丁组大鼠每日腹腔注射西咪替丁注射液50 mg.kg-1，各组均为每日1 次，
连续5d。第6d，各组大鼠均经尾静脉注射咖啡因溶液2.5 mg.kg-1。
1.5.2 血浆样品采集
分别注射咖啡因溶液前及给药后5、10、15、20、30min 和1、2、4、8、12、24h 眼内
眦静脉取血0.8mL 至肝素化离心管中，离心3500 r.min-1×10min，分离血浆，按“样品预
95 处理”项下操作，测定血浆中咖啡因的浓度。
1.6 样品预处理
准确吸取血浆样本200μL，加入4 μg.mL-1 的地西泮内标溶液100 μl,涡旋振荡30 s，加
入2 mL 提取溶剂氯仿，于快速液体混合器混匀5 min 后3500 r.min-1 离心10 min。取下层有
机相置玻璃离心管中，于40℃水浴中以氮气吹干。残渣用100 μL 流动相复溶，20 μL 进样，
100 记录色谱图。
1.7 数据处理方法及药代动力学分析
使用中国药理学会数学药理专业委员会编制的药代动力学软件DAS2.0 的非房室模型计
算咖啡因的主要药代动力学参数。
1.8 统计学处理
105 结果以“ x ±SD”（Mean values±SD）表示，应用SPSS13.0 软件进行统计分析，采用
方差分析进行组间比较，Dunnett’s 检验进行两两比较。P<0.05 表示有显著差异。
2 结果
2.1 HPLC 的方法学验证
在上述分析条件下，咖啡因与内标峰峰形良好，分离完全，无杂质峰干扰。血浆色谱图
110 见图1。
 A
B
115
C
A.空白血浆；B.空白血浆＋咖啡因＋内标；C.血浆样本＋内标；
1.咖啡因；2.安定（内标）
Figure 1. HPLC chromatograms of caffeine in plasma
A.Plasma blank; B. Plasma blank, internal standard, caffeine standard; C. Plasma sample; 120 1. caffeine; 2.Diazepam
以咖啡因与内标峰面积比值为横坐标，咖啡因浓度为纵坐标，绘制标准曲线，求得直线
回归方程为 Y=4.223X+0.401, r=0.9980, 线性范围：0.2～50 μg.mL-1。
血浆中低、中、高三种浓度的咖啡因绝对回收率均大于87%，相对回收率为93%～105%，
125 日内、日间精密度均<9%。血浆样本冷冻一个月后其浓度变化均在±8%以内。
2.2 咖啡因的药代动力学研究
使用DAS2.0 软件的非房室模型计算空白对照组、苦参组、苯巴比妥组和西咪替丁组中
咖啡因的主要药代动力学参数，结果见表1。四组大鼠静脉注射咖啡因2.5 mg.kg-1 后咖啡因
的血药浓度均值-时间曲线见图2。
130
1
1
2
2
 表1 大鼠静脉注射咖啡因（2.5 mg.kg-1）后咖啡因的主要药动学参数( x ±SD，n=6)
Table 1 The main pharmacokinetic parameters of caffeine in rats
parameter Blank control group Sophora flavescens
group
phenobarbital
group
cimetidine group
AUC(0-t)（μg.mL-1.h-1） 18.151±6.329 7.088±1.119*△ 5.804±1.901* 58.459±19.799*#
AUC(0-∞)( μg.mL-1.h-1) 35.067±32.807 16.453±15.040*#△ 6.591±1.821* 61.393±21.581#*
MRT(0-t)(h) 2.701±0.148 2.230±0.376*#△ 1.425±0.115* 5.217±0.676*#
MRT(0-∞)(h) 4.151±0.716 3.848±2.989△ 3.456±0.268* 6.832±1.523*#
t1/2(h) 5.376±1.990 4.363±5.019#△ 2.413±0.446* 6.583±8.287*#
CL(L.h-1.kg-1) 0.116±0.065 0.235±0.128*#△ 0.408±0.128* 0.046±0.019*#
Cmax(μg.mL-1) 7.388±2.943 4.089±0.991*#△ 2.320±0.463* 17.550±3.847*#
*与空白组比较，P<0.05；#与苯巴比妥组比较，P<0.05；△与西咪替丁组比较，P<0.05。
0
5
10
15
20
25
0 5 10 15 20 25 30
T(h)
C(mg/L)
苦参组
空白组
苯巴比妥组
西咪替丁组
135
图2 四组大鼠咖啡因的血药浓度均值-时间曲线
Figure 2 Mean plasma concentration time curves of caffeine in four groups
3 讨论
140 随着传统中医药的发展，中草药的应用越来越广泛。而中草药的使用往往是多种药物或
成分的联合应用。因此，对于中草药，尤其是其中的主要成分或提取物对于CYP450 的影响
及其它们相互之间的作用的研究也越来越凸现出重要的意义[7,8]。中药苦参具有抗肿瘤、抗
心律失常、抗肝损伤、抗肝纤维化、抗病原微生物、中枢抑制等多种药理作用，临床应用极
其广泛，因此研究其对CYP450 各种亚型酶活性的影响，可以预测药物相互作用，为临床中
145 西药物的合理搭配使用提供依据。
CYP1A2 在药物代谢、前致癌物激活的过程中起着重要的作用。现已发现许多药物经
CYP1A2 催化代谢，如非那西丁、咖啡因、茶碱、丙咪嗪、氯氮平、华法林、他克林、普萘
洛尔、美西律等。CYP1A2 活性的差异，是引起这些药物氧化代谢差异的生化基础。影响
CYP1A2 活性的因素有很多，如基因、疾病、药物等。药物对CYP1A2 可产生诱导或抑制
150 作用，从而使CYP1A2 的活性增高或者降低，这是药物联用时产生药物相互作用的原因之
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